ФУНКЦИЯ ПОЧЕК В УСЛОВИЯХ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОГО ОКСАЛАТНОГО НЕФРОЛИТИАЗА

ЦЕЛЬЮ ИССЛЕДОВАНИЯ явилось изучение функции почек крыс в условиях экспериментального оксалатного нефролитиаза. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ. Самцы крыс Wistar на протяжении 3 недель получали в виде питья 1%-ный раствор этиленгликоля. В моче, собранной за сутки, определяли концентрацию оксалата, кальция и фосфора, а также активность маркерных ферментов лактатдегидрогензы (ЛДГ), γ-глютамилтрансферазы (ГГТ) и N-ацетил-β-D-глюкозаминидазы (НАГ). Гистохимически методом Косса на почечных срезах крыс определяли наличие кальций-позитивных отложений. РЕЗУЛЬТАТЫ. Ежедневное употребление крысами этиленгликоля сопровождалось развитием гипероксалурии, что обусловлено повышенным образованием в печени ионов оксалата и созданием оксалатного сверхнасыщения в канальцевой моче. В ходе экспериментов выяснилось, что ферментативная активность мочи на фоне этиленгликоля существенно увеличивалась. Активность НАГ выросла почти в 20 раз, ГГТ – в 3,7 раза. Активность ЛДГ, повышавшаяся к исходу первой недели в 7,5 раза, затем постепенно возвращалась к исходному уровню. Эти изменения свидетельствуют о повреждении мембран клеток канальцев, сопровождающимся цитолизом, а также о выраженном нарушении функции почечных канальцев. Морфологическое исследование срезов почек показало наличие многочисленных кальций-позитивных депозитов, локализованных в основном на поверхности почечного сосочка. ЗАКЛЮЧЕНИЕ. В результате экспериментов с длительным потреблением крысами этиленгликоля получены неопровержимые свидетельства развития кальций-оксалатного нефролитиаза. На это указывают развившиеся гипероксалурия, ферментурия и наличие кальций-позитивных включений на поверхности почечных сосочков. Перечисленные изменения являются признаками экспериментальной мочекаменной болезни у крыс.

1. Тиктинский ОЛ, Александров ВП. Мочекаменная болезнь. Питер, СПб., 2000; 3-12

2. Coe FL, Evan A, Worcester E. Kidney stone disease. J Clin Invest 2005; 115 (10): 2598-2608

3. Daudon M. Epidemiology of nephrolithiasis in France. Ann Urol (Paris) 2005; 39 (6): 209-231

4. Khan SR, Hackett RL. Calcium oxalate urolithiasis in the rat: is it a model for human stone disease? A review of recent literature. Scan Electron Microsc 1985; Pt 2: 759-774

5. Kumar S, Sigmon D, Miller T et al. A new model of nephrolithiasis involving tubular dysfunction/injury. J Urol 1991; 146 (5): 1384-1389

6. Khan SR. Animal models of kidney stone formation: an analysis. World J Urol 1997; 15 (4): 236-243

7. Hennequin C, Tardivel S, Medetognon J et al. A stable animal model of diet-induced calcium oxalate crystalluria. Urol Res 1998; 26 (1): 57-63

8. Bushinsky DA, Asplin JR, Grynpas MD et al. Calcium oxalate stone formation in genetic hypercalciuric stone-forming rats. Kidney Int 2002; 61: 975-987

9. Khan SR, Glenton PA, Byer KJ. Modeling of hyperoxaluric calcium oxalate nephrolithiasis: experimental induction of hyperoxaluria by hydroxyl-L-proline.Kidney Int 2006; 70 (5): 914-923

10. Maruch D. Rapid colorimetric assay of β-galactosidase and N-acetyl-β-glucosaminidase in human urine. Clin Chim Acta 1976; 73 : 453-446

11. Thamilselvan S, Hackett RL, Khan SR. Lipid peroxidation in ethylene glycol induced hyperoxaluria and calcium oxalate nephrolithiasis. J Urol 1997; 157 (3): 1059-1063

12. Green ML, Hatch M, Freel RW. Ethylene glycol induces hyperoxaluria without metabolic acidosis in rats. Am J Physiol Renal Physiol 2005; 289: F536-F543

13. Poore RE, Hurst CH, Assimos DG, Holmes RP. Pathways of hepatic oxalate synthesis and their regulation. Am J Physiol 1997; 1: 289-294

14. Бабаева НИ, Липицкая ИЯ, Творогова МГ, Титов ВИ. Диагностическое значение исследования активности N-ацетил-β-D-глюкозаминидазы в моче (обзор литературы). Лаб дело 1991; 1: 9-16

15. Фидиркин АВ, Неймарк АИ, Звягинцев ЕН, Симонова ОГ. Экскреция оксалатов и активность некоторых ферментов мочи у лиц, страдающих мочекаменной болезнью. В: Перспективные методы функциональной диагностики. Барнаул, 1994; 132

16. de Water R, Boeve ER, van Miert PP et al. Experimental nephrolithiasis in rats: the effect of ethylene glycol and vitamin D3 on the induction of renal calcium oxalate crystals. Scanning Microsc 1996; 10 (2): 591-601

17. Bazzi C, Petrini C, Rizza V et al. Urinary N-acetyl-β-glucosaminidase excretion is a marker of tubular cell dysfunction and a predictor of outcome in primary glomerulonephritis. Nephrol Dial Transplant 2002; 17 (11): 1890-1896

18. Sikora P, Glatz S, Beck BB et al. Urinary NAG in children with urolithiasis, nephrocalcinosis, or risk of urolithiasis. Pediatr Nephrol 2003; 18 (10): 996-999

19. Yamaguchi S, Wiessner JH, Hasegawa AT et al. Study of a rat model for calcium oxalate crystal formation without severe renal damage in selected conditions. Int J Urol 2005; 12 (3): 290-298

20. Skalova S, Kutilek S. Renal tubular impairment in children with idiopathic hypercalciuria. Acta Medica (Hradec Kralove) 2006; 49 (2): 109-111

21. Muthukumar A, Selvan R. Renal injury mediated calcium oxalate nephrolithiasis: role of lipid peroxidation. Ren Fail 1997; 19 (3): 401-408

22. Veena CK, Josephine A, Preetha SP et al. Renal peroxidative changes mediated by oxalate: the protective role of fucaidan. Life Sci 2006; 79 (19): 1789-1795

23. Thamilselvan S, Hackett RL, Khan SR. Cells of proximal and distal tubular origin respond differently to challenges of oxalate and calcium oxalate crystals. J Am Soc Nephrol 1999; 10 [Suppl 14]: S452-S456

24. Thamilselvan S, Khan SR, Menon M. Oxalate and calcium oxalate mediated free radical toxicity in renal epithelial cells: effect of antioxidants. Urol Res 2003; 31 (1): 3-9

25. Rashed T, Menon M, Thamilselvan S. Molecular mechanism of oxalate-induced free radical production and glutathione redox imbalance in renal epithelial cells: effect of antioxidants. Am J Nephrol 2004; 24 (5): 557-568

26. Green ML, Freel RW, Hatch M. Lipid peroxidation is not the underlying cause of renal injury in hyperoxaluric rats. Kidney Int 2005; 68 (6): 2629-2638