Preview

Нефрология

Расширенный поиск

ФОТОФЕРЕЗ ПРИ ТРАНСПЛАНТАЦИИ ПОЧЕК

Полный текст:

Аннотация

Современная концепция посттрансплантационного введения больных направлена на редукцию иммуносупрессии, при которой отмечается минимальность побочных действий данных препаратов и не возникает отторжение почечного аллотрансплантата. Одним из методов, способствующих снижению риска отторжения и формированию иммунологической толерантности, является фотоферез. В статье представлен обзор литературных данных по применению фотофереза при трансплантациях солидных органов и приведены механизмы его действия.

Для цитирования:


Фаенко А.П., Ватазин А.В., Кильдюшевский А.В., Федулкина В.А. ФОТОФЕРЕЗ ПРИ ТРАНСПЛАНТАЦИИ ПОЧЕК. Нефрология. 2016;20(6):42-48.

For citation:


Faenko A.P., Vatazin A.V., Kildjushevskiy A.V., Fedulkina V.V. PHOTOPHERESIS DURING KIDNEY TRANSPLANTATION. Nephrology (Saint-Petersburg). 2016;20(6):42-48. (In Russ.)

ВВЕДЕНИЕ

Отторжение почечного аллотрансплантата (ПАТ), несмотря на совершенствование схем им­муносупрессии, остается ведущей причиной дис­функции трансплантата. Приблизительно 5-10% реципиентов в течение 1 года после пересадки почки возвращаются к программам гемодиализа в связи с дисфункцией ПАТ [1], а с удлинением времени после трансплантации таких пациентов становится все больше [2]. Постоянный прием иммуносупрессантов связан с наличием таких осложнений, как гипертония, сахарный диабет, повышенный риск развития инфекций, онкогенез, к тому же, обладая нефротоксичным действием, эти препараты приводят к постепенному угаса­нию почечной функции [3, 4]. Совершенно другой подход к решению этой проблемы заключается в формировании иммунологической толерантно­сти, при котором иммунная система реципиента избирательно не реагирует на ткани транспланта­та при сохранении своих базисных функций - раз­вития воспалительных реакций ко всем остальным чужеродным антигенам. Существуют много инте­ресных методов и подходов к достижению имму­нологической толерантности, из которых наиболее перспективным является экстракорпоральная фо­тохимиотерапия (ЭФХТ) или фотоферез.

Экстракорпоральная фотохимиотерапия

ЭФХТ или фотоферез - это метод лечения, в основе которого лежит воздействие активирован­ных ультрафиолетовым светом молекул 8-меток- сипсоралена на лимфоциты пациента, предвари­тельно полученные методом лейкоцитафереза, и после возвращенные ему обратно. Впервые метод ЭФХТ был успешно проведен в 1987 г. группой уче­ных Йельского университета во главе с профессо­ром R.Edelson в качестве терапии Т-клеточной лимфомы кожи [5]. Дальнейшее использование метода показало высокую эффективность при терапии псо­риаза [6], системной склеродермии [7], вульгарной пузырчатки [8] и ряда других заболеваний [9-12].

ЭФХТ показала высокую эффективность в ле­чении реакции отторжения при трансплантации солидных органов. Так, Costanzo-Nordin и соавт. [13] продемонстрировали, что лечение фотоферезом купировало острое отторжение сердца у 8 из 9 пациентов, развившееся на 4-6-й месяц после пересадки. Анализ гистологического исследования эндомиокардиальной биопсии, взятый до проведе­ния фотофереза и на 7-е сутки после курса лечения, показал значительное снижение инфильтрации трансплантата Т-лимфоцитами, В-лимфоцитами и макрофагами. Дальнейшее наблюдение за па­циентами в течение 6 мес, не выявило каких-либо повторных эпизодов отторжения. Barten и соавт. [14] включили ЭФХТ в стандартный протокол им­муносупрессии при трансплантации сердца и об­наружили снижение частоты развития острого от­торжения трансплантата, почечной васкулопатии, а также цитомегаловирусной инфекции (ЦМВ). Ав­торы предполагают, что введение такого комбини­рованного протокола при подборе индивидуальной дозы ЭФХТ в дальнейшем поможет значительно снизить прием иммуносупрессантов [14, 15].

При трансплантации гемопоэтических стволо­вых клеток ЭФХТ показала высокую эффектив­ность в лечении стероидрезистентных форм ре­акции трансплантат против хозяина (РТПХ), по­явление которой обычно связывают с плохим про­гнозом выживаемости [16, 17]. В нашей стране А.В. Козлов и соавт. [18] применили ЭФХТ у 114 больных с РТПХ при поражении слизистых обо­лочек, легких, печени, кишечника. Авторы обна­ружили несколько лучший ответ на данную про­цедуру при лечении хронической формы РТПХ, чем при острой форме. Общая 3-летняя выживае­мость больных с хронической РТПХ в случае по­ложительного ответа на терапию ЭФХТ состави­ла 80%, а при отсутствии ответа - 35%; больных с острой РТПХ при положительном ответе - 43%, а при отсутствии его - 12% соответственно. Calore и соавт. [19] в лечении острой РТПХ у 72 детей обнаружили полный ответ на ЭФХТ у 72%, у 11% был частичный ответ и у 17% не было никакого ответа. Общая 5-летняя выживаемость в случае наличия ответа составила 78%, при отсутствии 30%.

Benden и соавт. [20] оценили динамику развития облитерирующего бронхиолита, как предиктора постепенного отторжения легочного трансплантата [21]. Применив ЭФХТ у 12 пациентов при началь­ных стадиях развития облитерирующего бронхиолита в сравнении с контрольной группой из 12 че­ловек, авторы обнаружили эффективность ЭФХТ в уменьшении регрессии объема форсированного выдоха, тем самым продлевая выживаемость транс­плантата, в среднем, на 4,9 года. Jaksch и соавт. [22] применили ЭФХТ у пациентов с тяжелой формой прогрессирующего облитерирующего бронхиолита, что позволило добиться ее регрессии и стабили­зации у 61% пациентов с резистентностью к стан­дартным протоколам иммуносупрессии.

Urbani и соавт. [23] применили ЭФХТ для профилактики отторжения при трансплантации печени. Примечательным является то, что при­менение этого метода позволило безопасно от­срочить у трети реципиентов начало приема ин­гибиторов кальциневрина с целью минимизации нефротоксичности на ранних этапах послеопе­рационного периода. Помимо того, значитель­но удалось снизить риск как клеточного, так и гуморально-опосредованного отторжения при АВ0-несовместимых трансплантациях: при ис­следовании биоптатов ни у одного из реципиен­тов, получавших ЭФХТ, не было зафиксировано признаков острого или хронического отторжения при среднем сроке наблюдения около двух лет [24]. Также у авторов накоплен опыт применения ЭФХТ у реципиентов печени, инфицированных вирусом гепатита С с целью снизить лекарствен­ную иммуносупрессивную нагрузку и повысить эффективность противовирусного лечения ком­бинацией рибавирина и интерферона. В резуль­тате 69% реципиентов завершили курс лечения, а устойчивый вирусологический ответ был достиг­нут у 50% пациентов [23-25].

По сравнению с количеством зарубежных иссле­дований применения ЭФХТ при трансплантации гемопоэтических клеток костного мозга и сердца известны результаты нескольких небольших иссле­дований, посвященных лечению острого отторже­ния ПАТ [26, 27]. В МОНИКИ им. М.Ф. Владимир­ского было проведено исследование профилактиче­ского применения ЭФХТ при аллотрансплантации трупной почки [28]. Модель исследования была по­строена по принципу сравнительного анализа меж­ду двумя группами больных парного ПАТ, в каждой по 20 человек. В одной группе ведение больных проводилось на стандартной иммуносупрессивной терапии, во второй - использовалась комбинация ЭФХТ со стандартной иммуносупрессией. В груп­пе с применением ЭФХТ отмечалось лучшее функ­ционирование трансплантата на 30-е и 180-е сутки, проявляющееся более высокой скоростью клубоч­ковой фильтрации на 47,2% и меньшей степенью протеинурии. Анализ протокольных биопсий на 30-е и 180-е сутки диагностировал острое отторже­ние у 4 пациентов группы контроля (без ЭФХТ), в то время как в группе с ЭФХТ картина биопсии соответствовала остаточным явлениям острого ка­нальцевого некроза, выявленного у всех пациентов в биоптате на 30-е сутки после аллотранспланта­ции трупной почки (АТТП). Авторами проведен анализ иммунологических данных, в результате которого выявлено, что применение ЭФХТ приво­дит к достоверному уменьшению как количества клеток, экспрессирующих коактивационные ре­цепторы CD28 (с 57,7±18,2 до 34,5±11,4%, р<0,05), так и плотности этих рецепторов на наивных хел- перных Т-лимфоцитах (с 22,7±6,0 до 16,8±5,1 ед., р<0,05), увеличению количества эффекторных ци- толитических Т-лимфоцитов в контрольной группе на 17% и снижению на 18,6% в основной группе. Полученные результаты позволили сделать вывод, что применение ЭФХТ приводит к появлению то­лерантности к антигенам гистосовместимости до­норского органа [29].

Механизмы действия фотофереза

Под влиянием процедур ЭФХТ происходит апоптоз аллореактивных Т-клеток [30], который был продемонстрирован Holtick и соавт. [31] в опы­тах in vitro. Сразу после процедуры ЭФХТ лимфо­циты остаются живыми, способными к смешанной лимфоцитарной реакции. Процессы апоптоза на­чинают наблюдаться только спустя несколько ча­сов после ЭФХТ, достигая максимума к 3-му дню. Во время активации иммунной реакции при РТПХ, реакциях отторжения трансплантата и аутоиммун­ных заболеваниях аллореактивный клон являет­ся доминирующим во всей клеточной популяции лимфоцитов и, по-видимому, оказывается более чувствителен к действию ультрафиолетового излу­чения в присутствии 8-метоксипсоралена [32]. Так, Hannani и соавт. [33] обнаружили, что активиро­ванные Т-клетки (аллореактивный клон) при раз­витии отторжения трансплантата более чувстви­тельны к фотоферез-индуцированному апоптозу, чем неактивированные Т-клетки, и в них апаптоз происходит быстрее. У пациентов с Т-клеточной лимфомой кожи Yoo и соавт. [34] через 24 ч после ЭФХТ наблюдали апоптоз клеток только в популя­ции лимфоцитов, включая клетки Сезари, однако моноциты (CD14+CD45+) оставались целыми.

Setterblad и соавт. [35] на примере РТПХ по­казали, что через 48 ч после ЭФХТ моноциты также начинают подвергаться апоптозу, достигая 80% лишь к 6-му дню. Такие моноциты до на­ступления гибели способны к взаимодействию с Т-клетками: презентация молекулами главного комплекса гистосовместимости пептидов, моле­кулы костимуляции CD40 и CD86, а также моле­кулы адгезии CD 11 a, CD54 и CD58 сохранены. Они по-прежнему способны к дифференцировке в дендритные клетки (ДК) под влиянием ГМ-КСФ и ИЛ-4 в течение 6 дней, однако их миграционный потенциал нарушен, что связывают с нарушени­ем экспрессии некоторых молекул, в частности CCR7 (CD197) [36]. После возврата моноцитов пациенту с нарушенными миграционными свой­ствами такие клетки подвергаются апоптозу, как и лимфоциты. Вероятно из всей популяции лим­фоцитов, непосредственно подвергшихся ЭФХТ, принимают участие в формировании толерантно­сти только те клетки, которые в дальнейшем ста­ли ДК. Клетки, подвергшиеся апоптозу, подобно всем некротическим и мертвым клеткам, ответ­ственны за возникновение воспаления и провоци­руют иммунный ответ [32].

Идея использования апоптотических клеток для профилактики и лечения отторжения транс­плантата активно изучается в последние годы. Донорские лейкоциты, подверженные апоптозу, содержат большое количество аллоантигена, который способен вызывать иммунорегуляторный сигнал на антигенпредставляющих клетках (АПК) реципиента и способствовать формирова­нию донор-специфической толерантности [37].

В опытах на мышах при трансплантации кост­ного мозга инъекция донорских апоптотических лейкоцитов предупреждала развитие РТПХ и продлевала жизнь трансплантата [38]. Kleinclauss и соавт. [39] в основе формирования толерантно­сти видят образование Т-регуляторных клеток.

Лимфоциты, моноциты и ДК, чувствительные к апоптозу, возвращаясь обратно к пациенту, ми­грируют в селезенку и печень, где они фагоцитиру­ются АПК. Повышенная экспрессия CD95 (Fas) и CD95-ligand усиливает апоптоз лимфоцитов через 20 ч после ЭФХТ [40]. При этом важным моментом является тот факт, что апоптозу также подвергают­ся воспалительные клетки, инфильтрирующие периваскулярное пространство и интерстиций транс­плантата [41]. Количество таких апоптотических клеток велико в первые сутки после курса ЭФХТ и затем достаточно быстро уменьшается.

Peritt [42], исследуя ДК, поглотившие апоптотические клетки, обнаружил снижение экспрес­сии костимулирующей молекулы CD86 и вторич­ного сигнала ИЛ-12 на их поверхности. Введение апоптотических антител оказывает супрессор­ную активность на АПК, стимулирует выработку ТФР-β, ИЛ-10 и уменьшает синтез провоспалительных цитокинов ФНОа, HR-1a, ИЛ-1Ь, ИЛ-6 и ИЛ-12 [43].

Iyoda и соавт. [44] считают, что ДК после фа­гоцитоза апоптотических клеток являются незре­лыми и неспособны в должной мере экспрессиро­вать свои маркеры (CD40, CD80, CD86 и CD83) и МНС, что делает невозможным их взаимодей­ствие с Т-эффекторными лимфоцитами.

Gorgan и соавт. [45], использовав ЭФХТ в ле­чении 10 пациентов с РТПХ, обнаружили связь между клинической эффективностью фотофереза и увеличением CD3-CD56+ NK-клеток, нормали­зацией соотношения CD4/CD8-клеток, снижен­ной циркуляцией ДК и Т-клеточной пролифера­цией (аутологичной и аллогенной) в МЛР-тесте. Они также заметили переход преимущественной дифференцировки Т-хелперов 1-го типа в сторону Т-хелперов 2-го типа и соответственно переход от ДК 1-го типа к ДК 2-го типа. При этом известно, что Тх2-клетки имеют взаимно перекрестную от­рицательную регуляцию с Тх1 фенотипа, ингиби­руя синтез провоспалительных цитокинов (ИЛ-1 и ФНОа), и могут играть важную роль в разви­тии толерантности. Похожую аналогию выявили Baron et al. [46] в лечении криза отторжения при АТТП.

После фагоцитоза апоптотических клеток ДК осуществляют презентацию антигена при помощи МНС II класса с Т-клеточным рецептором (ТкР) CD4-хелперов - первый коактивационный путь. В дальнейшем, в зависимости от типа ко стиму­лирующего сигнала от CD4+-клеток и состояния микроокружения, при взаимодействии ДК МНС I класса и ТкР CD8+-клеток образуются эффекторные клетки различной направленности [47].

Многие авторы считают, что основная роль в формировании специфической толерантности принадлежит незрелым дендритным клеткам, по­лученным в результате ЭФХТ [48, 49].

В МОНИКИ им. М.Ф. Владимирского была предложена несколько иная модель формирова­ния толерантности в ходе проведения ЭФХТ [29]. В основе этой модели лежит изменение костимулирующего рецептор-лигандного взаимодействия в процессе презентации донорских антигенных пептидов наивным Т-лимфоцитам. Костимуляция Т-лимфоцитов состоит в том, что клетка в дополнение к сигналу, индуцированному через Т-клеточный рецептор, получает второй сигнал, усиливающий пролиферацию и стимулирующий эффекторные функции Т-клеток. В костимуляции принимают участие многие молекулы, однако наиболее значимая роль в этом процессе принад­лежит взаимодействию B7-CD28/CTLA-4. В ходе иммунологического исследования при использо­вании ЭФХТ у больных после АТТП происходило достоверное снижение плотности экспрессии ре­цепторов коактивации CD27 и CD28 на наивных Т-лимфоцитах в отличие от контрольной группы, где данная процедура не проводилась. Экспрессия молекулы CTLA-4 на наивных Т-лимфоцитах в этих двух группах не отличалась. Так как во взаи­модействии с лигандами B7 (CD80, CD86), пред­ставленных на АПК, принимают участие молеку­лы CD28 и CTLA-4 на наивных Т-лимфоцитах, то в ходе проведения ЭФХТ происходит смещение костимулирующего сигнала в сторону CTLA-4, ответственного за формирование ингибирую­щего сигнала на эффекторные аллореактивные Т-клетки и возникновение толерантности.

Vogel et al. [50] в опытах на мышах при моду­ляции рассеянного склероза изучали влияние бло­кирования лиганда B7 и избирательного блокиро­вания CTLA-4 на формирование Т-регуляторных клеток (Tregs). В результате было обнаружено, что блокада B7 и CTLA-4 усугубляет признаки заболевания, провоцируя более тяжелое воспале­ние ЦНС и демиелинизацию, что было связано с повышенным производством провоспалительных цитокинов IL-17 и ИФН-γ. В группе блокирования CTLA-4 в дополнение возникало снижение пере­ходного маркера клеточной пролиферации Ki67, экспрессии CTLA-4 и функции Tregs. Таким обра­зом, в отсутствие Tregs происходили увеличение эффекторной функции Т-лимфоцитов и дальней­шее прогрессирование заболевания.

Основная роль в поддержании перифериче­ской толерантности принадлежит Tregs, которая была подтверждена многочисленными исследова­ниями [51, 52].

Помимо Tregs-клеток, в формировании пери­ферической толерантности принимают участие целый набор клеток, в котором один тип клеток способен контролировать активацию другой по­пуляции. Среди них можно выделить Т-клетки, обладающие супрессорной активностью, вклю­чающие натуральные CD4+CD25+ Т-клетки, TGFp секретирующие Т-клетки, индуцированные Тх3, TGF-β и ИЛ-10, секретирующие Т-клетки, акти­вированные Тх1 и некоторыми CD8 Т-клетками и NK-клетками. Многочисленные исследования показали, что CD4+CD25+ может предотвратить активацию аутореактивных Т-клеток и развитие аутоиммунных заболеваний. Сосуществование клеточных маркеров CD4 и CD25 (а-цепи рецеп­тора IL-10) в одиночку не может представлять су­прессорную субпопуляцию, поскольку большая часть CD4+-клеток (20-40%) выражают средний уровень CD25 (CD25int) и не обладают должной активностью. Только небольшая популяция (0,8­1%) выражает высокие уровни CD25 (CD25hi), ко­торая на самом деле является истинной Tregs [53].

Другим маркером, который может помочь идентифицировать Tregs, является Foxp3 (80% Foxp3+-клеточные Т-регистры) [54].

Супрессорная активность Tregs обычно зави­сит от активации их ТкР (т.е. является антигензависимой), которая препятствует пролиферации CD4 + Т-клеток, а также снижает синтез провоспалительных цитокинов и способна подавлять действие CD8+-клеток, дендритных клеток, В-клеток и NK-клеток. Роль Tregs активно была продемонстрирована в моделях рассеянного скле­роза [55].

Влияние роли Tregs также была доказано в об­ласти трансплантации. Передача CD25+-клеток у мышей, толерантных к коже трансплантата, дру­гой группе мышей вызывает специфическую то­лерантность [56].

При пересадке костного мозга первая демон­страция роли Tregs была обнаружена в ускорении развития РТПХ-осложнений при транспланта­ции гемопоэтических стволовых клеток (ГСК) и Т-клеток донора, обедненных Tregs-клетками, ко­торые вводили пациенту после тотальной химио­терапии [57].

Rubegni и соавт. [58] сообщили об увеличении CD4+CD25hi-лимфоцитов у 14 больных с хрони­ческой РТПХ, возникающей через 48 ч после про­ведения ЭФХТ, а также через 6 и 12 мес.

В другом исследовании у 6 пациентов после пересадки легких также отмечалось увеличении CD4+CD25hi Т-клеток после проведения курса ЭФХТ [59].

Многочисленные исследования в области ме­ханизмов действия и высокой клинической эффек­тивности позволили рекомендовать ЭФХТ в каче­стве терапии второй линии в профилактике и лече­нии трансплантационных отторжений [10, 11, 32].

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Посттрансплантационный период ведения больных всегда сопряжен с большим риском раз­вития отторжения почечного аллотрансплантата. Совершенствование протоколов иммуносупрессии помогло значительно отодвинуть сроки позднего отторжения, однако их прием сопряжен с различ­ными осложнениями: высоким риском смертности от сердечно-сосудистых заболеваний, развитием инфекций, онкозаболеваний, сахарного диабета, медикаментозной нефротоксичностью и т.д. По­стоянно увеличивающееся количество пациентов, нуждающихся в трансплантации, снижает шанс на повторную трансплантацию, поэтому весьма пер­спективной задачей является продление сроков и качества функционирующих трансплантатов.

Формирование иммунологической толерант­ности к трансплантату - совершенно иной подход к борьбе с отторжением ПАТ. При ее достижении станет возможным полностью или частично отка­заться от иммуносупрессантов, что поможет избе­жать осложнений, связанных с их применением.

Среди множества методов достижения имму­нологической толерантности наиболее перспек­тивным является эфферентная фотохимиотерапия, или фотоферез. Данный метод показал высокую эффективность в лечении кризов острого и хро­нического отторжения при трансплантации со­лидных органов и гемопоэтических стволовых кроветворных клеток (СКК). Высокая клиническая эффективность фотофереза, прежде всего, характе­ризуется отсутствием усиления иммуносупрессии, при проведении данного метода не было выявлено каких-либо специфических осложнений. Много­центровые исследования, посвященные использо­ванию этого метода при трансплантации сердца, легких и СКК, позволили рекомендовать данный метод в качестве терапии 2-й линии при развитии отторжения трансплантированных органов [10, 11].

При анализе мировой литературы обнаружено небольшое количество публикаций, посвященных профилактическому применению ЭФХТ в ран­нем посттрансплантационном периоде [23, 28]. Их результаты показали значительное улучше­ние выживаемости и функционирования транс­плантатов при снижении различных осложнений в ближайшем посттрансплантационном периоде. По-прежнему остаются неясными длительность и полнота формирования толерантности в отдален­ном периоде. Остаются вопросы в определении эффективной дозы ЭФХТ. Не изучены также во­просы о необходимости проведения дополнитель­ных процедур для поддержания толерантности и существуют ли возможности, критерии для сни­жения иммуносупрессии.

Об авторах

А. П. Фаенко
Московский областной научно-исследовательский клинический институт им. М.Ф. Владимирского
Россия

Фаенко Александр Павлович - Старший лаборант курса клинической трансфузиологии. 

129110, Россия, Москва, ул. Щепкина, д. 61/2, корп. 8. 

 


А. В. Ватазин
Московский областной научно-исследовательский клинический институт им. М.Ф. Владимирского
Россия

Ватазин Андрей Владимирович, доктор медицинских наук, профессор. 

Руководитель отдела трансплантологии, нефрологии и хирургической гемокоррекции. 

129110, Москва, ул. Щепкина, д. 61/2, корп. 6.

 


А. В. Кильдюшевский
Московский областной научно-исследовательский клинический институт им. М.Ф. Владимирского
Россия

Кильдюшевский Александр Вадимович, доктор медицинских наук, профессор.

Ведущий научный сотрудник отделения хирургической гемокоррекции и детоксикации.

129110, Россия, Москва, ул. Щепкина, д. 61/2, корп. 11.

 


В. А. Федулкина
Московский областной научно-исследовательский клинический институт им. М.Ф. Владимирского
Россия

Федулкина Вероника Андреевна, кандидат медицинских наук.

Старший научный сотрудник хирургического отделения трансплантологии и диализа.

129110, Россия, Москва, ул. Щепкина, д. 61/2, корп. 6



Список литературы

1. Лубенников АЕ, Трушкин РН, Артюхина ЛЮ. Современные взгляды на проблему удаления почечного трансплантата. Московск хирург журн 2014; 4: 49-56 [Lubennikov AE, Trushkin RN, Artyukhina LY Sovremennye vzglyady na problemu udaleniya pochechnogo transplantata. Moskovskii khirurgicheskii zhurnal. 2014; 4: 49-56]

2. Johnston O, Rose C, Landsberg D et al. Nephrectomy after transplant failure: current practice and outcomes. Am J Transplant 2007; 7(8): 1961-1967. doi: 10.1111/j.1600-6143.2007.01884.x

3. Zambon JP, Magalhaes RS, Ko I et al. Kidney regeneration: Where we are and future perspectives. World J Nephrol 2014; 3(3): 24-30. doi: 10.5527/wjn.v3.i3.24

4. Yu H, Kim HS, Baek CH et al. Risk Factors for Hypertension After Living Donor Kidney Transplantation in Korea: A Multivariate Analysis. Transplant Proc 2016; 48(1): 88-91. doi: 10.1016/j.transproceed.2015.12.020

5. Peter W, Edelson RL. New Therapies for Cutaneous T-Cell Lymphoma. Arch Dermatol 1987; 123(2): 189-191. doi:10.1001/archderm.1987.01660260059012

6. Otman SG, Edwards C, Pearse AD et al. Modulation of ultraviolet (UV) transmission by emollients: relevance to narrowband UVB phototherapy and psoralen plus UVA photochemotherapy. Br J Dermatol 2006; 154(5): 963-8. doi: 10.1111/j.1365-2133.2006.07171.x

7. Jung AG, Bertsch HP, Schoen MP et al. A rare case of a sclerodermoid chronic graft versus host disease. Successful treatment with extracorporeal photopheresis (ECP). Hautarzt 2010; 61(6): 514-517. doi: 10.1007/s00105-010-1924-9

8. Andreu-Ullrich H. Miscellaneous indications for extracorporeal photochemotherapy (ECP). Transfus Apher Sci 2014;50(3): 363-369. doi: 10.1016/j.transci.2014.04.007

9. Adamski J, Kinard T, Ipe T et al. Extracorporeal photopheresis for the treatment of autoimmune diseases. Transfus Apher Sci 2015; 52(2): 171-182. doi: 10.1016/j.transci.2015.02.005

10. Knobler R, Berlin G, Calzavara-Pinton P et al. Guidelines on the use of extracorporeal photopheresis. J Eur Acad Dermatol Venereol 2014; 28(1): 1-37. doi: 10.1111/jdv.12311

11. Perotti C, Sniecinski I. A concise review on extracorporeal photochemotherapy: Where we began and where we are now and where are we going! Transfus Apher Sci 2015; 52(3): 360-368. doi: 10.1016/j.transci.2015.04.011

12. Schwartz J, Winters JL, Padmanabhan A et al. Guidelines on the use of therapeutic apheresis in clinical practice-evidencebased approach from the Writing Committee of the American Society for Apheresis: the sixth special issue. J Clin Apher 2013; 28(3): 145-284. doi: 10.1002/jca.21276

13. Costanzo-Nordin MR, Hubbell EA, O’Sullivan EJ et al. Successful treatment of heart transplant rejection with photopheresis. Transplantation 1992; 53(4): 808-815. doi: 10.1097/00007890199204000-00021

14. Barten MJ, Dieterlen MT. Extracorporeal photopheresis after heart transplantation. Immunotherapy 2014;6(8):927-944. doi: 10.2217/imt.14.69

15. Dieterlen MT, Bittner HB, Pierzchalski A et al. Immunological monitoring of extracorporeal photopheresis after heart transplantation. Clin Exp Immunol 2014; 176(1): 120-128. doi: 10.1111/cei.12254

16. Kapadia E, Wong E, Perez-Albuerne E et al. Extracorporeal photopheresis performed on the CELLEXR compared with the UVAR-XTSR instrument is more efficient and better tolerated in children with steroid-refractory graft-versus-host disease. Pediatr Blood Cancer 2015; 62(8): 1485-1488. doi: 10.1002/pbc.25487

17. Kitko CL, Levine JE. Extracorporeal photopheresis in prevention and treatment of acute GVHD. Transfus Apher Sci 2015; 52(2): 151-156. doi: 10.1016/j.transci.2015.02.001

18. Козлов АВ, Быкова ТА, Кулагина ИИ и др. Экстракорпоральный фотоферез в лечении реакции "трансплантат против хозяина". Гематол и трансфузиол 2014; 59(1): 47 [Kozlov AV, By`kova TA, Kulagina II i dr. E`kstrakorporal`ny`i` fotoferez v lechenii reaktcii "transplantat protiv hoziaina". Gematol i transfuziol 2014; 59(1): 47]

19. Calore E, Marson P, Pillon М et al. Treatment of Acute Graft-versus-Host Disease in Childhood with Extracorporeal Photochemotherapy/Photopheresis: The Padova Experience. Biol Blood Marrow Transplant 2015; 21(11): 1963-1972. doi: 10.1016/j.bbmt.2015.07.007

20. Benden C, Speich R, Hofbauer GF et al. Extracorporeal photopheresis after lung transplantation: a 10-year single-center experience. Transplantation 2008; 86(11): 1625-1627. doi: 10.1097/TP.0b013e31818bc024

21. Sato M, Waddell TK, Wagnetz U et al. Restrictive allograft syndrome (RAS): a novel form of chronic lung allograft dysfunction. J Heart Lung Transplant 2011; 30(7): 735-742. doi: 10.1016/j.healun.2011.01.712

22. Jaksch P, Scheed A, Keplinger M et al. A prospective interventional study on the use of extracorporeal photopheresis in patients with bronchiolitis obliterans syndrome after lung transplantation. J Heart Lung Transplant 2012; 31(9): 950-957. doi: 10.1016/j.healun.2012.05.002

23. Urbani L, Mazzoni A, Colombatto P et al. Potential applications of extracorporeal photopheresis in liver transplantation. Transplant Proc 2008; 40(4): 1175-1178. doi: 10.1016/j.transproceed.2008.03.071

24. Urbani L, Mazzoni A, Bianco I et al. The role of immunomodulation in ABO-incompatible adult liver transplant recipients. J Clin Apher 2008; 23(2): 55-62. doi: 10.1002/jca.20156

25. Urbani L, Mazzoni A, Bindi L et al. A single-staggered dose of calcineurin inhibitor may be associated with neurotoxicity and nephrotoxicity immediately after liver transplantation. Clin Transplant 2009; 23(6): 853-860. doi: 10.1111/j.13990012.2009.00957.x

26. Baron ED, Heeger PS, Hricik DE et al. Immunomodulatory effect of extracorporeal photopheresis after successful treatment of resistant renal allograft rejection. Photodermatol Photoimmunol Photomed 2001; 17(2): 79-82. doi: 10.1034/j.16000781.2001.017002079.x

27. Kusztal M, Kłak R, Krajewska M et al. Application of extracorporeal photopheresis in kidney transplant recipients: technical considerations and procedure tolerance. Transplant Proc 2011; 43(8): 2941-2942. doi: 10.1016/j.transproceed.2011.08.034

28. Федулкина ВА, Ватазин АВ, Кильдюшевский АВ и др. Трансляционная клеточная иммунотерапия при аллотрансплантации трупной почки у урологических больных. Альманах клин мед 2013; 28: 25-31 [Fedulkina V.A., Vatazin A.V., Kildyushevskii A.V. et al. Translational cellular immunotherapy for cadaveric kidney allograft in urological patients. Almanac of Clinical Medicine. 2013; 28: 25-31]

29. Кильдюшевский АВ, Федулкина ВА, Фомина ОА и др. Применение экстракорпоральной фотохимиотерапии при лимфомах кожи и трансплантации солидных органов. Альманах клин мед 2014; 30: 61-69 [Kildyushevsky AV, Fedulkina VA, Fomina OA et al. Application of extracorporeal photochemotherapy in skin lymphomas and transplantation of solid organs. Almanac of Clinical Medicine 2014; 30: 61-69]

30. Schmid D, Grabmer C, Streif D et al. T-cell death, phosphatidylserine exposure and reduced proliferation rate to validate extracorporeal photochemotherapy. Vox Sang 2015; 108(1): 8288. doi: 10.1111/vox.12200

31. Holtick U, Wang XN, Marshall SR et al. In vitro PUVA treatment preferentially induces apoptosis in alloactivated T cells. Transplantation 2012; 94(5): 31-34. doi: 10.1097/TP.0b013e31825f4454

32. Heshmati F. Updating ECP action mechanisms. Transfus Apher Sci 2014; 50(3): 330-339. doi: 10.1016/j.transci. 2014.04.003

33. Hannani D, Merlin E, Gabert F et al. Photochemotherapy induces a faster apoptosis of all reactive activated T cells than of nonalloreactive resting T cells in GvHD. Transplantation 2010; 90(11): 1232–1238. doi: 10.1097/TP.0b013e3181fa4eb6

34. Yoo EK, Rook AH, Elenitsas R et al. Apoptosis induction of ultraviolet light A and photochemotherapy in cutaneous T-cell Lymphoma: relevance to mechanism of therapeutic action. J Invest Dermatol 1996; 107(2): 235-242. doi: 10.1111/1523-1747.ep12329711

35. Setterblad N, Garban F, Weigl R et al. Extracorporeal photophoresis increases sensitivity of monocytes from patients with graft-versus-host disease to HLA-DR-mediated cell death. Transfusion 2007; 48(1): 169-177. doi: 10.1111/j.15372995.2007.01502.x

36. Usharauli D. Dendritic cells and the immunity/tolerance decision. Med Hypotheses 2005; 64(1): 112-113. doi: 10.1016/j.mehy.2004.02.061

37. Morelli AE. The immune regulatory effect of apoptotic cells and exosomes on dendritic cells: its impact on transplantation. Am J Transplant 2006; 6(2): 254-261. doi: 10.1111/j.16006143.2005.01197.x

38. Bittencourt MC, Perruche S, Contassot E et al. Intravenous injection of apoptotic leukocytes enhances bone marrow engraftment across major histocompatibility barriers. Blood 2001; 98(1): 224-230. doi: 10.1182/blood.V98.1.224

39. Kleinclauss F, Perruche S, Masson E et al. Intravenous apoptotic spleen cell infusion induces a TGF-beta-dependent regulatory T-cell expansion. Cell Death Differ 2005; 13(1): 41-52. doi:10.1038/sj.cdd.4401699

40. Morelli AE, Larregina AT, Shufesky WJ et al. Internalization of circulating apoptotic cells by splenic marginal zone dendritic cells: dependence on complement receptors and effect on cytokine production. Blood 2003; 101(2): 611-620. doi: 10.1182/blood-2002-06-1769

41. Hannani D, Merlin E, Gabert F et al. Photochemotherapy induces a faster apoptosis of alloreactive activated T cells than of nonalloreactive resting T cells in graft versus host disease. Transplantation 2010; 90(11): 1232-1238. doi: 10.1097/TP.0b013e3181fa4eb6

42. Peritt D. Potential mechanisms of action of photopheresis in hematopoietic stem cell transplantation. Biol Blood Marrow Transplantation 2006; 12: 7-12. doi: 10.1016/j.bbmt.2005.11.005

43. Martin PJ. Biology of chronic graft-versus-host disease: implications for a future therapeutic approach. Keio J Med 2008; 57(4): 177-183. doi: 10.2302/kjm.57.177

44. Iyoda T, Shimoyama S, Liu K et al. The CD8+ dendritic cell subset selectively endocytoses dying cells in culture and in vivo. J Exp Med 2002; 195(10): 1289-1302. doi: 10.1084/jem.20020161

45. Gorgun G, Miller KB, Foss FM. Immunologic mechanisms of extracorporeal photochemotherapy in chronic graftversushost disease. Blood 2002; 100(3): 941-947. doi: 10.1182/ blood-2002-01-0068

46. Baron ED, Heeger PS, Hricik DE et al. Immunomodulatory effect of extracorporeal photopheresis after successful treatment of resistant renal allograft rejection. Photodermatol Photoimmunol Photomed 2001; 17(2): 79-82. doi: 10.1034/j.16000781.2001.017002079.x

47. Inaba K, Turley S, Yamaide F et al. Efficient presentation of phagocytosed cellular fragments on the major histocompatibility complex class II products of dendritic cells. J Exp Med 1998; 188(11): 2163-2173. doi: 10.1084/jem.188.11.2163

48. Dhodapkar MV, Steinman RM. Antigen-bearing immature dendritic cells induce peptide-specific CD8(+) regulatory T cells in vivo in humans. Blood 2002; 100(1): 174-177. doi: 10.1182/blood.V100.1.174

49. Spisek R, Gasova Z, Bartunkova J. Maturation state of dendritic cells during the extracorporeal photopheresis and its relevance for the treatment of chronic graft-versus-host disease. Transfusion 2006; 46(1): 55-65. doi: 10.1111/j.15372995.2005.00670.x

50. Vogel I, Kasran A, Cremer J et al. CD28/CTLA-4/B7 costimulatory pathway blockade affects regulatory T-cell function in autoimmunity. Eur J Immunol 2015; 45(6): 1832-1841. doi: 10.1002/eji.201445190

51. Coutinho A, Caramalho I, Seixas E et al. Thymic commitment of regulatory T cells is a pathway of TCR-dependent selection that isolates repertoires undergoing positive or negative selection. Current Topics in Microbiology and Immunology 2005; 293: 43-71. doi: 10.1007/3-540-27702-1_3

52. Hu G, Liu Z, Zheng C et al. Antigen-non-specific regulation centered on CD25+Foxp3+ Treg cells. Cell Mol Immunol 2010; 7(6): 414-418. doi: 10.1038/cmi.2010.39

53. Viglietta V, Baecher-Allan C, Weiner HL et al. Loss of functional suppression by CD4+CD25+ regulatory T cells in patients with multiple sclerosis. J Exp Med 2004; 199(7): 971-979. doi: 10.1084/jem.20031579

54. Yang XF. Factors regulating apoptosis and homeostasis of CD4+ CD25(high) FOXP3+ regulatory T cells are new therapeutic targets. Front Biosci 2008; 13: 1472-1499. doi: 10.2741/2775

55. Dhaeze T, Peelen E, Hombrouck A et al. Circulating Follicular Regulatory T Cells Are Defective in Multiple Sclerosis. J Immunol 2015; 195(3): 832-840. doi: 10.4049/jimmunol.1500759

56. Hara M, Kingsley CI, Niimi M et al. IL-10 is required for regulatory T cells to mediate tolerance to alloantigens in vivo. J Immunol 2001; 166(6): 3789-3796. doi: 10.4049/jimmunol.166.6.3789

57. Cohen JL, Trenado A, Vasey D et al. CD4(+)CD25(+) immunoregulatory T Cells: new therapeutics for graft-versushost disease. J Exp Med 2002; 196(3): 401-406. doi: 10.1084/jem.20020090

58. Biagi E, Di Biaso I, Leoni V et al. Extracorporeal photochemotherapy is accompanied by increasing levels of circulating CD4+CD25+GITR+Foxp3+CD62L+ functional regulatory T-cells in patients with graft-versus-host disease. Transplantation 2007; 84(1): 31-39

59. Meloni F, Cascina A, Miserere S et al. Peripheral CD4(+) CD25(+) TREG cell counts and the response to extracorporeal photopheresis in lung transplant recipients. Transplant Proc 2007; 39(1): 213-217. doi: 10.1016/j.transproceed.2006.10.227


Для цитирования:


Фаенко А.П., Ватазин А.В., Кильдюшевский А.В., Федулкина В.А. ФОТОФЕРЕЗ ПРИ ТРАНСПЛАНТАЦИИ ПОЧЕК. Нефрология. 2016;20(6):42-48.

For citation:


Faenko A.P., Vatazin A.V., Kildjushevskiy A.V., Fedulkina V.V. PHOTOPHERESIS DURING KIDNEY TRANSPLANTATION. Nephrology (Saint-Petersburg). 2016;20(6):42-48. (In Russ.)

Просмотров: 105


ISSN 1561-6274 (Print)
ISSN 2541-9439 (Online)