Preview

Нефрология

Расширенный поиск

ВЛИЯНИЕ КОМБИНИРОВАННОГО ВВЕДЕНИЯ КРЫСАМ ТИРОКСИНА И ПРОПИЛТИОУРАЦИЛА НА СТРУКТУРНЫЕ ПОКАЗАТЕЛИ ПОЧЕЧНОЙ ПАРЕНХИМЫ

https://doi.org/10.24884/1561-6274-2017-21-1-57-67

Полный текст:

Аннотация

ЦЕЛЬ РАБОТЫ – изучение динамики структурных изменений ренальной паренхимы крыс, подвергавшихся длительному комбинированному воздействию тироксина и ПТУ. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ. Исследования проведены на беспородных самцах белых крыс массой тела 250–300 г. Гипертиреоз вызывали ежедневным внутрижелудочным введением тироксина (Т4) в количестве 50 мкг на100 гмассы тела на протяжении 30 сут. В первый день эксперимента животные были разделены на 2 группы. Животные первой группы (n=25) получали только Т4. Крысам второй группы (n=25) ежедневно вводили Т4+пропилтиоурацил (ПТУ). ПТУ вводили внутрижелудочно по 1 мг на100 гмассы тела. Пробы тканей почек собирали на 10-, 20-е и 30-е сутки эксперимента. Кроме того, был проведен сбор образцов ткани почек животных, получавших только Т4 через 20 сут после прекращения введения гормона. Полученные пробы ткани фиксировали и обрабатывали по общепринятой методике с последующей заливкой в парафин. Срезы окрашивали гематоксилином и эозином. РЕЗУЛЬТАТЫ. Установлено, что течение экспериментального гипертиреоза приводит к существенным структурным нарушениям почечной паренхимы. Ведущие проявления патологии почек при гипертиреозе – это грубые структурные повреждения канальцевого эпителия нефрона. ЗАКЛЮЧЕНИЕ. Комбинированное введение крысам тироксина и пропилтиоурацила дает слабо выраженный благоприятный эффект, ограничивая развитие структурных повреждений ренальной паренхимы и образования тромбов. 

Для цитирования:


Доломатов С.И., Сиповский В.Г., Новиков Н.Ю., Касич И.Н., Мышко И.В., Дери К., Литвиненко А.Н. ВЛИЯНИЕ КОМБИНИРОВАННОГО ВВЕДЕНИЯ КРЫСАМ ТИРОКСИНА И ПРОПИЛТИОУРАЦИЛА НА СТРУКТУРНЫЕ ПОКАЗАТЕЛИ ПОЧЕЧНОЙ ПАРЕНХИМЫ. Нефрология. 2017;21(1):57-67. https://doi.org/10.24884/1561-6274-2017-21-1-57-67

For citation:


Dolomatov S.I., Sipovski V.G., Novikov N.Y., Kasich I.N., Myshko I.V., Deri К., Lytvinenko A.N. INFLUENCE OF COMBINED INJECTION OF THYROXIN AND PROPYLTHIOURACILUM ON SCTRUCTURAL INDICATORS OF RENAL PARENCHYMA. Nephrology (Saint-Petersburg). 2017;21(1):57-67. (In Russ.) https://doi.org/10.24884/1561-6274-2017-21-1-57-67

ВВЕДЕНИЕ

Согласно данным литературы, нарушения функции щитовидной железы существенно повы­шают риск возникновения ренальных дисфунк­ций и почечной недостаточности [1-3]. Между тем, патофизиологические механизмы нарушения деятельности почек при гипертиреозе, характер структурных изменений ренальной паренхимы и динамика изменений гомеостатических функций почек, индуцированных избыточной секрецией йодтиронинов, остаются в центре внимания со­временной науки [4-7]. Большинство исследова­телей придерживаются мнения о том, что по мере нормализации тиреоидного статуса организма происходит восстановление функции почек. Одна­ко ранее проведенные исследования показывают, что, во-первых, изменения почечного транспорта натрия, индуцированные гипертиреозом, сохра­няются достаточно продолжительное время по­сле нормализации тиреоидного статуса организма [8]. Во-вторых, было установлено, что продолжи­тельное введение крысам тироксина приводит к грубым структурным повреждениям сосудисто­клубочкового и канальцевого отделов нефрона, соответствующих представлению о хронической болезни почек (ХБП) [9]. Следовательно, оценка эффективности медикаментозных методов кор­рекции тиреоидного статуса в предотвращении патологических нарушений деятельности почек при гипертиреозе сохраняет свою актуальность. Пропилтиоурацил (ПТУ) - фармакологический препарат, который более 50 лет успешно приме­няется при лечении гипертиреоза [10] и его дей­ствие связано с ингибированием монодейодиназы I типа.

Поэтому целью нашей работы было изучение динамики структурных изменений ренальной па­ренхимы крыс, подвергавшихся длительному ком­бинированному воздействию тироксина и ПТУ.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Для эксперимента были отобраны беспородные самцы белых крыс массой тела 250-300 г. Гипертиреоз вызывали ежедневным внутрижелудочным введением тироксина (Т4) в количестве 50 мкг на 100 г массы тела на протяжении 30 сут. В первый день эксперимента животные были разделены на 2 группы. Животные первой группы (n=25) по­лучали только Т4. Крысам второй группы (n=25) ежедневно вводили Т4+пропилтиоурацил (ПТУ). ПТУ вводили внутрижелудочно металлическим зондом, ежедневная доза ПТУ составляла 1 мг на 100 г массы тела.

Пробы тканей почек собирали на 10-, 20-е и на 30-е сутки эксперимента. Кроме того, был прове­ден сбор образцов ткани почек животных, полу­чавших только Т4 через 20 сут после прекраще­ния введения гормона. Для получения образцов тканей животных выводили из эксперимента пу­тем декапитации под легкой эфирной анестези­ей. Полученные пробы ткани фиксировали в 10% растворе формалина. Далее материал обрабаты­вали по общепринятой методике с последующей заливкой в парафин. Срезы тканей толщиной 5-7 мкм окрашивали гематоксилином и эозином. Для выявления в срезах коллагеновых волокон соединительной ткани использовалась окраска по Ван-Гизону.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

На рис. 1, 2 представлены результаты анализа контрольной группы животных.

Гистологический анализ полученных образ­цов ткани позволил выявить умеренный характер структурных изменений в ренальной паренхиме животных, получавших только Т4 в течение 10 сут. В данной группе животных наиболее выраженные изменения были выявлены как в клубочках, так и тубулярном отделе нефрона. В клубочках отмеча­лись признаки резко выраженного полонокровия капиллярых петель стаза, сладжа, местами микро­тромбоза. Морфологически это сочеталось с ча­стичным сморщиванием, спадением капиллярных петель и расширением просвета капсулы Боумена (рис. 6).

В эпителии канальцев, приемущественно прок­симальных, отмечались признаки альтерации: на­бухание цитоплазмы с частичной утратой щеточ­ной каемки, диссоциация клеток, слущивание в просвет канальцев с частичной утратой щеточной каемки (рис. 3). Резко выраженное полнокровие перитубулярных капилляров с признаками стаза, сладжа и микротромбоза наблюдалось в тубулоинтерстиции (рис. 4).

Кроме того, при обзорной микроскопии выяв­лялись признаки периартериального отека и ве­нозного полнокровия (рис. 5).

На 20-е сутки эксперимента в группе крыс, получавших только Т4, наблюдается дальней­ший прогресс признаков повреждений клубоч­ков и канальцев. Наряду с вышеописанными из­менениями, в просвете канальцев появляются в значительном количестве гиалиновые цилиндры (рис. 9), а в тубулоинтерстиции единичные лифо- гистиоцитарные инфильтраты.

 

Рис. 1. Умеренная гиперемия капилляров клубочков (показа­но стрелкой). Окраска гематоксилином и эозином. Ув. 200.

 

 

Рис. 2. Слабая коллагенизация капиллярных петель клубочков (показано стрелкой). Окраска по Ван-Гизону. Ув. 200.

 

Рис. 3. Эпителий проксимальных извитых канальцев с при­знаками набухания цитоплазмы, некробиоза, диссоциации и слущивания в просвет канальцев (черные стрелки). В клубоч­ках спадение капиллярых петель, расширение пространства капсулы. Очаговая гиперплазия париетальных клеток капсулы Боумена (белая стрелка). Окраска по Ван-Гизону. Ув. 200.

 

 

Рис. 4. Полнокровие капилляров клубочка с признаками микротромбоза (черные стрелки). Полнокровие и расшире­ние просвета мелких сосудов тубулоинтерстиция с призна­ками стаза и сладжа эритироцитов (показано пунктирными стрелками). Окраска по Ван-Гизону. Ув. 200.

 

 

Рис. 5. Периартериальный отек, венозное полнокровие (чер­ная стрелка). Расширение просвета дистальных канальцев. Окраска гематоксилином и эозином. Ув. 100.

 

 

Рис. 6. Канальцевый эпителий большинства проксимальных извитых канальцев набухший, цитоплазма эпителиоцитов бесструктурна, с просветлениями (показано стрелками). В просвете канальцев наблюдаются гиалиновые цилиндры (показано пунктирной стрелкой). Окраска гематоксилином и эозином. Ув. 200.

 

 

Рис. 7. Почечные клубочки гиперемированы, расширены, от­ечны, в капиллярных петлях наблюдаются участки, тромбоза (отмечено стрелками). Окраска гематоксилином и эозином. Ув. 200.

 

Рис. 8. Встречаются кровоизлияния различных размеров, которые локализуются в коре и мозговом слое почки и веноз­ный тромбоз (показано стрелками). Окраска по Ван-Гизону. Ув. 100.

 

 

Рис. 9. Канальцы расширены, с признаками дилатации. Клет­ки дистальных канальцев с признаками некробиотических изменений: набухание ядер клеток с маргинацией ядерного хроматина, деструкция цитоплазмы, десквамация в просвет канальцев (показано стрелками). Очаговый тромбоз сосудов ТИН. Окраска гематоксилином и эозином. Ув. 200.

 

 

Рис. 10. Полнокровие, тромбоз капилляров почечных клу­бочков, «псевдолобулярная» структура клубочков (показано стрелками). Диссоциация и десквамация эпителия канальцев. Окраска гематоксилином и эозином. Ув. 200.

 

 

Рис. 11. В паренхиме имеют место венозное полнокровие (черная стрелка), признаки активации (набухание, гиперпла­зия) эндотелия артерий (белая стрелка). Окраска гематокси­лином и эозином. Ув. 200.

 

 

Рис.12. Эпителий тонких канальцев и петли Генле имеет опти­чески светлую цитоплазму, цитоплазма части эпителиоцитов имеет значительные просветления, наблюдается деструкция единичных клеток (показано стрелками). Окраска гематокси­лином и эозином. Ув. 200.

 

 

Рис. 13. Некоторые клубочки подвергаются склерозу и смор­щиванию (показано стрелками). Окраска по Ван-Гизону. Ув. 200.

 

 

Рис. 14. В некоторых участках канальцев наблюдаются от­ложения гемосидерина (показано стрелками). Окраска по Ван-Гизону. Ув. 200.

 

 

Рис. 15. Мелкие артерии в состоянии склероза и гиалиноза с выраженным периваскулярным отеком, плазматическим пропитыванием стенки и умеренной коллагенизацией ад- вентиции (показано стрелками). Окраска гематоксилином и эозином. Ув. 200.

 

 

Рис. 16. В паренхиме отмечается перваскулярный склероз и фокально-сегментарная умеренная коллагенизация клубоч­ков (показано стрелками). Окраска по Ван-Гизону. Ув. 200.

 

 

Рис. 17, 18. В дистальных канальцах эпителиоциты уплощенные с четким апикальным краем, в расширенных просветах хлопье­видные образования, фрагменты десквамированных клеток (К). Наряду с этими изменениями в канальцах также отмечаются набухание эпителия, очаговые некрозы (Н). Строма отечная. Застойная гиперемия сосудов, очаговые диапедезные кровоиз­лияния (Кр). Окраска по Ван-Гизону. Ув. 100.

 

 

Рис. 19. В клубочках наблюдаются неравномерная гиперемия капиллярных петель с признаками стаза и очагового микро­тромбоза, умеренная пролиферация мезангиальных клеток, разрастание соединительной ткани. Клубочки различных раз­меров с лобулярным рисунком и отложением белковых масс в просвете капсулы Боумена. Окраска по Ван-Гизону. Ув. 100.

 

 

Рис. 20. Встречаются лимфогистиоцитарные инфильтраты (стрелка), расположенные в корковом и мозговом веществе почки. Окраска гематоксилином и эозином. Ув. 200.

 

 

Рис. 21. Встречаются очаги кровоизлияний (показан стрел­кой). Выраженная дистрофия эпителия канальцев, диссоциа­ция, слущивание и очаговый некробиоз клеток тубулярного эпителия. Окраска гематоксилином и эозином. Ув. 200.

 

 

Рис. 22. Регистрируются выраженная гиперемия и микротром­боз, фокально-сегментарное спадение капиллярных петель почечных клубочков (стрелка). Сегментарная гиперклеточность мезангия. Окраска гематоксилином и эозином. Ув. 200.

В клубочках на 20-е сутки эксперимента наблюдается появление признаков гиперклеточности, связанных, по-видимому, с пролиферацией мезангиоцитов и, частично, с появлением в струк­турах клубочков единичных лейкоцитов (рис. 7). Кроме того, на данных сроках наблюдаются оча­говые периваскулярные геморрагии в тубулоинтерстиции (рис. 8).

На 30-е сутки эксперимента в группе крыс, по­лучавших только Т4, обнаружены наиболее тяже­лые нарушения нефрона. Патологические изме­нения в проксимальных канальцах, наряду с вы­шеописанными, имели также участки фокального некробиотического процесса в ТИН (рис. 9).

Течение экспериментальной патологии сопро­вождается дополнительными изменениями в клу­бочках. В них образуются «лобулярноподобные» структуры с тромбозом, а местами и глобальной облитерацией просветов капилляров (апоплексия) (рис. 10).

В просвете капсулы почечных клубочков об­наруживаются фибриновые депозиты. В артериях отмечаются изменения, которые свидетельствуют об активации эндотелия (рис. 11).

Результаты патоморфологических исследо­ваний ренальной паренхимы крыс через 20 сут после прекращения введения тироксина на про­тяжении 30 дней показали, что через 20 сут после прекращения введения гормона в почках, с одной стороны, сохраняются достаточно выраженные признаки структурных нарушений, с другой - от­мечаются признаки начальных этапов репарации. В частности, в эпителии, наряду с сохраняю­щимися признаками дистрофии, некробиоза и десквамации, отмечаются признаки частичного восстановления структуры канальцев с уменьше­нием проявления альтеративных изменений в них (рис. 12).

В клубочках отмечаются освобождение части капиллярных петель от мироктромбов и активная гиперклеточная реакция в мезангии с формиро­ванием лобулярного рисунка, а также фокально­сегментарный склероз (рис. 13).

В тубулоинтерстиции, кроме признаков тром­боза микрососудов геморрагий, выявляются отло­жения гемосидерина приемущественно в соеди­нительной ткани (рис. 14).

В артериях, наряду с периваскулярным отеком, наблюдаются признаки микротромбоза артерий с субэндотелиальным отеком (рис. 15) и перваскулярного склероза (рис. 16).

При комбинированном введении крысам Т4 и ПТУ на 10-е сутки эксперимента структура тубу­лярного эпителия относительно сохранна. Выяв­ляются признаки альтерации эпителия в виде на­бухания эпителия, очаговой гидропической дис­трофии и слущивания клеток в просвет канальцев (рис. 20).

В перитубулярных капиллярах отмечаются признаки очагового стаза и микротрмбоза , черная стрелка (рис. 19).

Структурные изменения клубочков, тубуло- интерстиция и канальцев существенно не имели существенных различий с группой животных, по­лучавших только тироксин в течение 10 дней.

Анализируя гистопрепараты почек крыс, под­вергавшихся в течение 20 сут комбинированному введению Т4 и ПТУ, мы констатируем, что эпи­телий проксимальных и дистальных канальцев имеет аналогичные изменения, описанные выше. Вместе с тем, как и в группе животных, полу­чавших только тироксин, отмечались единичные лимфогистоцитарные инфильтраты (рис. 20).

В зонах некробиотических изменений каналь­цев иногда за счет гибели эпителия базальная мембрана канальцев частично оголяется. В таких участках регистрируются микротромбы и диапе- дезные кровоизлияния с выходом форменных эле­ментов крови в просвет канальцев.

В клубочках наблюдались изменения, анало­гичные соответствующему сроку в группе живот­ных, получавших только тироксин.

В целом, если сравнивать структурные изме­нения ренальной паренхимы животных, получав­ших только Т4 или Т4+ПТУ, то следует отметить, что на 20-е сутки эксперимента тяжесть и распро­страненность, в частности, тромбозов и некробиотических изменений были более высокими в группе животных, не получавших ПТУ.

После 30 дней комбинированного введения крысам Т4 и ПТУ эпителий проксимальных и дистальных извитых канальцев набухший с при­знаками дистрофических изменений, местами некротизирован и слущен в просвет канальцев так, что базальная мембрана дистальных извитых канальцев оказывается лишенной эпителия (рис. 21).

Иногда, особенно вблизи очагов паренхима­тозных кровоизлияний, в просвете канальцев определяются форменные элементы крови. В клу­бочках, с одной стороны, отмечалось отсутствие существенных патоморфологических изменений, с другой - в ряде из них наблюдалась умеренная очаговая пролиферация эндотелиоцитов и мезан- гиоцитов в капиллярных петлях клубочков. Реги­стрировалась выраженная гиперемия капилляров с микротромбами (рис. 22). При этом, коллагено­вые отложения выявляются в минимальной степе­ни.

Необходимо указать, что патоморфологиче­ские изменения в обеих группах имели во многом сходные признаки. Однако распространенность и тяжесть этих изменений были более выраженны­ми в группе животных, получавших только Т4.

ОБСУЖДЕНИЕ

Необходимо отметить, что фармакологиче­ский эффект ПТУ, в конечном счете, направлен на угнетение гормоногенеза в секретирующих фолликулах щитовидной железы. В условиях на­шего эксперимента терапевтические свойства препарата существенно ограничивались экзо­генным поступлением тироксина. Тем не менее, целесообразность применения ПТУ, по нашему мнению, обусловлена эффективностью препарата в отношении ингибиции процессов конверсии ти­роксина в физиологически активную форму гор­мона - трийодтиронин. Почки являются важным органом-мишенью тиреоидных гормонов [11, 12]. В почечной паренхиме активно протекают про­цессы конверсии тироксина в физиологически ак­тивную форму - трийодтиронин [13, 14]. В свою очередь, в условиях гипертиреоза избыточная продукция трийодтиронина может стимулировать активность внутрипочечной РАС [5, 15, 16]. Ак­тивацию трийодтиронином внутрипочечной РАС допустимо рассматривать в качестве важнейшего патофизиологического механизма ренальных дис­функций при гипертиреозе. Такое предположение подтверждается благоприятным эффектом инги­биторов РАС на функциональное состояние почек [17, 18] и гистологические показатели почек крыс в условиях экспериментального гипертиреоза [9].

Опираясь на приведенные аргументы, мы предполагали, что в условиях эксперименталь­ного гипертиреоза применение ПТУ позволило бы добиться ослабления структурных нарушений ренальной паренхимы в результате подавления пусковых механизмов неадекватной активации внутрипочечной РАС. С указанных позиций наи­больший интерес представляли степень и дина­мика структурных повреждений проксимального канальца нефрона. Данный интерес был обуслов­лен сообщениями о том, что активация внутрипочечной РАС может сопровождаться повышением секреции ренина не только клетками ЮГА, но и, в значительно большей степени, усилением вну­триклеточной продукции компонентов РАС в ка­нальцевом эпителии. В этом случае значительные количества ангиотензина, образующегося непо­средственно в канальцевом эпителии, оказывают свое действие по аутокринному механизму, не поступая во внутриорганный и системный крово­ток [19, 20]. Привлекает внимание тот факт, что в нашем эксперименте структурные нарушения ренальной паренхимы на ранних этапах течения экспериментальной патологии преимущественно затрагивают проксимальный S2 отдел канальца нефрона, в котором, главным образом, локализо­ван автономный сегмент внутриренальной РАС [19, 20]. Действительно, вполне отчетливые при­знаки структурных нарушений нефроцитов прок­симального извитого отдела канальца выявлены в пробах ткани крыс, получавших Т4 в течение 20 сут. По нашему мнению, поражение проксималь­ных извитых сегментов нефрона первичны по от­ношению к другим отделам нефрона и вызваны резким усилением продукции ангиотензина-II нефроцитами. В свою очередь, неограниченная сти­муляция ангиотензина-II может сопровождаться индукцией воспаления [21], фиброзом ткани [22] и апоптозом эпителиальных клеток [23].

К 30-м суткам с момента начала введения гормона регистрировались грубые структурные нарушения сосудисто-клубочкового аппарата, а также эпителия по всей оси канальцевого отде­ла нефрона. Подчеркнем, что структурные по­вреждения обнаружены не только в корковых, но и медуллярных сегментах канальца. Также были выявлены множественные очаги кровоизлияния. Анализ гистологических препаратов почки крыс к 30-м суткам эксперимента позволяет констати­ровать грубые нарушения ренальной паренхимы и составить неблагоприятный прогноз. Такие вы­воды подтверждаются изучением гистологиче­ских препаратов почек крыс через 20 сут после завершения введения тироксина в течение 30 сут. В данной серии сохраняются признаки некробиотических изменений ткани на фоне заметной сти­муляции репаративных процессов.

В группе крыс, подвергавшихся комбиниро­ванному воздействию тироксина и ПТУ, уже на 10-е сутки эксперимента степень повреждения ткани почек существенно не отличается от изме­нений в группе животных, получавших только Т4. Установлено, что на данном временном отрезке течения экспериментальной патологии изменения структуры нефрона носят достаточно умеренный характер.

По мере течения экспериментальной патоло­гии в группе крыс, получавших ПТУ и тироксин, имеет место дальнейшее усиление деструктив­ных процессов на уровне канальцевого отдела. На завершающем этапе исследований в гистологиче­ских препаратах почек крыс данной группы на­блюдаются некроз и десквамация нефроцитов по всей оси канальцевого отдела, оголение базальной мембраны канальцев коркового и мозгового веще­ства, клубочки подвергаются некробиотическим изменениям и лимфогистиоцитарной инфильтра­ции, обнаружены множественные очаги кровоиз­лияний. Вместе с тем, интенсивность поврежде­ния ренальной паренхимы несколько ниже, чем у животных, получавших только Т4.

По нашему мнению, следует указать, что, на­ряду с перечисленными изменениями структур нефрона под влиянием экзогенного Т4, по мере течения экспериментальной патологии наблю­дается усиление тромбоза кровеносных сосудов, что можно рассматривать в качестве признака на­рушения системы регуляции агрегатного состоя­ния крови. С одной стороны, усилению процесса образования тромбов сопутствует нарастание по­вреждений ренальной паренхимы и кровеносных сосудов почки. С другой стороны - следует от­метить, что йодтиронины [24], ТТГ [25] и ренинангиотензиновая система [26] играют важную роль в регуляции системы контроля агрегатного состояния крови. При этом, введение животным ПТУ несколько ослабляет не только выражен­ность структурных нарушений нефрона, но и про­цесса тромбообразования.

Таким образом, нами не выявлено резко выра­женного благоприятного влияния ПТУ на струк­турные показатели почек крыс в условиях экспе­риментального гипертиреоза. Было установлено, что, с одной стороны, введение животным ПТУ способствует некоторому сдерживанию интен­сивности структурных повреждений ренальной паренхимы и процесса тромбообразования. С другой стороны - нами не обнаружено четких признаков активации репаративных процессов. Возможно, ограничение процессов конверсии тироксина в физиологически активную форму - трийодтиронин в значительной мере отражается на эффектах Т3 и его метаболитов (дийодтиронинов), направленных на оптимизацию обмен­ных процессов в ренальной паренхиме [27-29], усиление антиоксидантной защиты ткани почки [30, 31], координацию факторов, регулирующих репаративные механизмы в тканях [32]. Действи­тельно, в литературе имеются единичные сведе­ния о том, что введение крысам ПТУ усугубляет структурные повреждения ренальной паренхимы, вызванные гентамицином, и замедляет темпы репаративных процессов в почке [33].

Таким образом, сопоставляя данные литера­туры с результатами собственных исследований, можно сделать несколько выводов. Во-первых, гипертиреоз вызывает грубые структурные из­менения ренальной паренхимы. Ведущим пато­физиологическим механизмом является пораже­ние проксимального канальца нефрона. По мере прогрессирования эндокринной патологии про­исходит повреждение канальцевого эпителия по всей оси нефрона, включая структурные наруше­ния сосудисто-клубочкового аппарата и системы регуляции агрегатного состояния крови. Комби­нированное введение крысам тироксина и ПТУ несколько ослабляет развитие структурных по­вреждений ренальной паренхимы и образования тромбов. Ранее полученные нами результаты де­монстрируют благоприятное влияние блокаторов РААС (ингибиторов АПФ и антагонистов АТ1- рецепторов) на функциональное состояние почек [17, 18] и гистологические показатели почек крыс [9] в условиях экспериментального гипертиреоза. Следовательно, во-вторых, мы не исключаем, что в данном контексте ангиотензин-IIдопустимо рассматривать в качестве одного из гуморальных медиаторов тиреоидных гормонов, которому при­надлежит ведущая роль в патогенезе и прогрес­сировании патологии почек при гипертиреозе. Возможно, собственно повышенный системный уровень тиреоидных гормонов не представляет прямой опасности структурной целостности ренальной паренхимы. Поэтому стратегия на нор­мализацию тиреоидного статуса организма не является достаточной для защиты тканей почки от повреждения и обязательно должна включать в себя применение блокаторов РААС.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Течение экспериментального гипертиреоза приводит к значительным структурным наруше­ниям почечной паренхимы, формируя риск воз­никновения и прогрессирования ХБП. Особенно­сти морфологических изменений позволяют оха­рактеризовать как проявления тубулоинтерсти- циального нефрита. Комбинированное введение крысам тироксина и пропилтиоурацила оказывает слабо выраженный благоприятный эффект, не­сколько ограничивая развитие структурных по­вреждений ренальной паренхимы и образования тромбов. Необходимо проведение дальнейших исследований для уточнения характера морфоло­гических изменений в почках человека при гипертиреозе.

Об авторах

С. И. Доломатов
Медицинская академия им. С.И. Георгиевского, Крымского Федерального университета им. В.И. Вернадского
Россия

Доцент Доломатов Сергей Игоревич, кандидат биологических наук

Кафедра биологии медицинской

295006, Россия, г. Симферополь, бул. Ленина, д. 5/7



В. Г. Сиповский
Первый Санкт-Петербургский государственный медицинский университет им. акад. И.П. Павлова
Россия

Доцент Сиповский Василий Георгиевич, кандидат медицинских наук 

Научно-исследовательский институт нефрологии 

197089, Россия, Санкт-Петербург, ул. Льва Толстого, д. 17



Н. Ю. Новиков
Медицинский радиологический научный центр им. А.Ф. Цыба, филиал Национального медицинского исследовательского радиологического центра
Россия
Новиков Николай Юлиевич, доктор медицинских наук, старший научный сотрудник.


И. Н. Касич
Медицинская академия им. С.И. Георгиевского Крымского Федерального университета им. В.И. Вернадского.
Россия
Касич Игорь Николаевич - студент


И. В. Мышко
Медицинская академия им. С.И. Георгиевского Крымского Федерального университета им. В.И. Вернадского.
Россия
Мышко Илья Владимирович - студент


К. Дери
Медицинская академия им. С.И. Георгиевского Крымского Федерального университета им. В.И. Вернадского.
Россия
Дери Карим - студент


А. Н. Литвиненко
Городская поликлиника №11.
Россия

Литвиненко Антон Николаевич 

350911, Россия, г. Краснодар, ул. Садовая, д. 9. 



Список литературы

1. Basu G, Mohapatra A. Interactions between thyroid disorders and kidney disease. Indian J Endocr Metab 2012;16(2):204213. DOI: 10.4103/2230-8210.93737

2. Kim EO, Lee IS, Choi YA et al. Unresolved Subclinical Hypothyroidism is Independently Associated with Progression of Chronic Kidney Disease. Int J Med Sci 2014; 11(1): 52–59. doi: 10.7150/ijms.7186

3. Dousdampanis P, Trigka K, Vagenakis GA, Fourtounas C. The thyroid and the kidney: a complex interplay in health and disease. Int J Artif Organs 2014;37(1):1-12. doi: 10.5301/ijao.5000300

4. Iglesias P, Díez J. Thyroid dysfunction and kidney disease. European Journal of Endocrinology 2009;160:503-515

5. Vargas F, Rodríguez-Gómez I, Vargas-Tendero P et al. The renin–angiotensin system in thyroid disorders and its role in cardiovascular and renal manifestations. Journal of Endocrinology 2012;213:25-36

6. Zhang Y, Chang Y, Ryu S et al. Thyroid hormone levels and incident chronic kidney disease in euthyroid individuals: the Kangbuk Samsung Health Study. Int J Epidemiol 2014;43(5):1624-1632. doi: 10.1093/ije/dyu126

7. Wangensteen R, Segarra AB, Ramirez-Sanchez M et al. Influence of thyroid disorders on the kidney expression and plasma activity of aminopeptidase A. Endocr Regul. 2015;49(2):68-72

8. Dolomatov S, Muszkieta R, Zukow W Experimental Investigation of Acute and Delayed Renal Effect of Exogenous Thyroxine. Thyroid Disorders & Therapy 2012; 1:1. doi.org/10.4172/jtdt.1000105

9. Dolomatov S, Novikov N, Zukow W et al. Effect of captopril and losartan on the structural and functional indicators kidneys of white rats in experimental hyperthyroidism. J of Health Sciences 2011;1(3):147-166

10. Tofangchiha S, Jamshidi SM, Emami H, Dormanesh B. Investigating Antithyroid Effects of Propylthiouracil on the Ischemia and Reperfusion Injury in Rat’ Kidney and Determining the Role of Nitric Oxide in Mediating this Effect. Iran Red Crescent Med J 2014;16(10):e15605. doi: 10.5812/ircmj.15605

11. El Ters M, Patel SM, Norby SM. Hypothyroidism and reversible kidney dysfunction: an essential relationship to recognize. Endocr Pract 2014;20(5):490-499. doi: 10.4158/EP12084.RA

12. Rodríguez-Gómez I, Banegas I, Wangensteen R et al. Influence of thyroid state on cardiac and renal capillary density and glomerular morphology in rats. J Endocrinol 2013;216:43-51. doi: 10.1530/JOE-12-0208

13. Lavado-Autric R, Calvo RM, de Mena RM et al. Deiodinase activities in thyroids and tissues of iodine-deficient female rats. Endocrinology 2013;154(1):529-536. doi: 10.1210/en.2012-1727

14. Niemczyk S, Dudek M, Bartoszewicz Z et al. Determining the enzymatic activities of iodothyronine 5’-deiodinases in renal medulla and cortex. Endokrynol Pol 2013;64(3):182-185

15. Ichihara A, Kobori H, Miyashita Y et al. Differential effects of thyroid hormone on renin secretion, content, and mRNA in juxtaglomerular cells. Am J Physiol Endocrinol Metab 1998;274(2):E224-231 16. Kobori H, Hayashi M, Saruta T. Thyroid Hormone Stimulates Renin Gene Expression Through the Thyroid Hormone Response Element. Hypertension 2001;37(1):99-104

16. Доломатов СИ, Гоженко АИ, Ларина ИМ и др. Влияние натриевого рациона и каптоприла на функциональное состояние почек при экспериментальном гипертиреозе. Экспер и клин фармакол 2005;68(5):26–28 [Dolomatov SI, Gozhenko AI, Larina IM i dr. Vliyanie natrievogo raciona i kaptoprila na funkcional’noe sostoyanie pochek pri ehksperimental’nom gipertireoze. Eksperimental’naya i klinicheskaya farmakologiya 2005;68(5):26–28]

17. Dolomatov SI, Sataieva TP. Effect of ras-blockers and nocycle metabolites on the renal functions of rats exposed to thyroxine injections. J of Education, Health and Sport 2015;5(1):41-55

18. Kobori H, Nangaku M, Navar LG, Nishiyama A. The Intrarenal Renin-Angiotensin System: From Physiology to the Pathobiology of Hypertension and Kidney Disease. Pharmacol Rev 2007;59:251-287

19. Li XC, Zhuo JL. Intracellular ANG II directly induces in vitro transcription of TGF-β1, MCP-1, and NHE-3 mRNAs in isolated rat renal cortical nuclei via activation of nuclear AT1a receptors. Am J Physiol Cell Physiol 2008;294:C1034-C1045

20. Li J, Doerffel Y, Hocher B, Unger Th Inflammation in the genesis of hypertension and its complications—the role of angiotensin II. Nephrology Dialysis Transplantation 2007;22(11):3107-3109

21. Ruiz-Ortega M, Rodríguez-Vita J, Sanchez-Lopez E et al. TGF-β signaling in vascular fibrosis. Cardiovascular Research 2007;74(2):196-206

22. Bhaskaran M, Reddy K, Radhakrishanan N et al. Angiotensin II induces apoptosis in renal proximal tubular cells. Am J Physiol Renal Physiol 2003;284(5):F955-F965

23. Seg n a D, Méan M, Limacher A et al. Association between thyroid dysfunction and venous thromboembolism in the elderly: a prospective cohort study. J Thromb Haemost 2016;14(4):685-694

24. Lippi G, Danese E, Montagnana M et al. Mean platelet volume is significantly associated with serum levels of thyroidstimulating hormone in a cohort of older euthyroid subjects. Endocr Res 2015;40(4):227-230 doi:10.3109/07435800.2015.1037392

25. Wojewodzka-Zelezniakowicz M, Kisiel W, Kramkowski K et al. Quinapril decreases antifibrinolytic and prooxidative potential of propofol in arterial thrombosis in hypertensive rats. J Renin Angiotensin Aldosterone Syst 2016;17(2). pii: 1470320316647239. doi: 10.1177/1470320316647239

26. Gereben B, Zavack i AM, Ribich S et al. Cellular and Molecular Basis of Deiodinase-Regulated Thyroid Hormone Signaling. Endocrin e Reviews 2008; 29(7):898-938. doi:10.1210/er.2008-0019

27. Nigwekar SU, Strippoli GF, Navaneethan SD. Thyroid hormones for acute kidney injury. Cochrane Database Syst Rev 2013 31;1:CD006740. doi: 10.1002/14651858.CD006740.pub2

28. Shang G, Gao P, Zhao Z et al. 3,5-Diiodo-l-thyronine ameliorates diabetic nephropathy in streptozotocin-induced diabetic rats. Biochim Biophys Acta. 2013;1832(5):674-684. doi: 10.1016/j.bbadis.2013.01.023

29. Faustino LC, Almeida NAS, Pereira GF et al. Thyroid hormone and estradiol have overlapping effects on kidney glutathione S-transferase-α gene expression. Am J of Physiol – Endocrinol and Metabolism 2012;303(6): E787-E797. DOI: 10.1152/ajpendo.00223.2012

30. Kim SM, Kim SW, Jung YJ et al. Preconditioning with thyroid hormone (3,5,3-triiodothyronine) prevents renal ischemiareperfusion injury in mice. Surgery 2014;155(3):554-561. doi: 10.1016/j.surg.2013.10.005

31. St. Germain DL, Galton VA, Hernandez A. Defining the Roles of the Iodothyronine Deiodinases: Current Concepts and Challenges. Endocrinology 2009;150(3):1097-1107

32. Sepehri G, Derakhshanfar A, Saburi L. Does Propylthiouracil Increase the Gentamicin-Induced Nephrotoxicity In Rat? Iran J Basic Med Sci 2013;16(11): 1190–1195


Для цитирования:


Доломатов С.И., Сиповский В.Г., Новиков Н.Ю., Касич И.Н., Мышко И.В., Дери К., Литвиненко А.Н. ВЛИЯНИЕ КОМБИНИРОВАННОГО ВВЕДЕНИЯ КРЫСАМ ТИРОКСИНА И ПРОПИЛТИОУРАЦИЛА НА СТРУКТУРНЫЕ ПОКАЗАТЕЛИ ПОЧЕЧНОЙ ПАРЕНХИМЫ. Нефрология. 2017;21(1):57-67. https://doi.org/10.24884/1561-6274-2017-21-1-57-67

For citation:


Dolomatov S.I., Sipovski V.G., Novikov N.Y., Kasich I.N., Myshko I.V., Deri К., Lytvinenko A.N. INFLUENCE OF COMBINED INJECTION OF THYROXIN AND PROPYLTHIOURACILUM ON SCTRUCTURAL INDICATORS OF RENAL PARENCHYMA. Nephrology (Saint-Petersburg). 2017;21(1):57-67. (In Russ.) https://doi.org/10.24884/1561-6274-2017-21-1-57-67

Просмотров: 232


ISSN 1561-6274 (Print)
ISSN 2541-9439 (Online)